Page 67 - 《中国药房》2022年1期

给药 1 次，连续 10 d。第 11 天时，处死小鼠，摘除心脏，
90
剥取心肌组织，置于 4％多聚甲醛溶液中固定，经 70％、
80
70
80％、90％、95％乙醇和无水乙醇梯度脱水，再以二甲苯
60
累积释放率/％ 50 pH 7.4释放介质 透明替换、浸蜡、包埋、切片（厚度约5 μm），经HE染色后
pH 5.0释放介质
置于显微镜下观察小鼠心肌组织的病理形态学变化。
40
30
结果显示，在小鼠心肌组织中未观察到炎症损伤，表明
20
10 API@SF纳米粒没有心肌毒性，详见图6。
0
0 4 8 12 16 20 24 28 32 36 40 44 48
t/h
图4 API@SF纳米粒的体外释药曲线
2.6 API@SF纳米粒的安全性评价
2.6.1 溶血实验 参考文献[11]方法，将BALB/c小鼠适
应性喂养1周后，摘眼球取血；将血样置于盛有玻璃珠的
锥形瓶中，振摇 10 min，以除去纤维蛋白原获得血细
胞。将所得血细胞以氯化钠注射液清洗，然后以 3 500
r/min 离心 10 min，弃去上清液，重复清洗、离心操作，直
至上清液不显红色为止，即得红细胞。将所得红细胞加 图6 小鼠心肌组织病理形态学显微图（HE染色）

入氯化钠注射液制成 2％的混悬液，置于 4 ℃冰箱中冷
2.7 API@SF纳米粒抗肿瘤活性考察
藏备用。取上述红细胞混悬液分为阴性对照组（氯化钠
2.7.1 API@SF 纳米粒对 4T1 细胞的抑制作用 采用
注射液）、阳性对照组（纯化水）和不同浓度 API@SF 纳
MTT 法进行考察。将 4T1 细胞以含有 10％胎牛血清的
米粒组（以 API 计，质量浓度分别为 0.05、0.075、0.1、
RPMI 1640 培养基（以下简称“培养基”）于 37 ℃、5％
0.15、0.2、0.4、0.6 mg/mL），每组设 3 个平行样品。各组
CO2的条件下培养，当细胞融合度达 80％～90％时进行
样品分别加入相应药物2 mL，于37 ℃孵育30 min后，以
－1
实验。取上述细胞，调整密度为 5 000 mL ，接种于 96
3 500 r/min离心10 min；取上清液，采用紫外可见分光光
孔板中，每孔 100 μL，培养过夜。将细胞随机分为空白
度计于 540 nm 波长处测定其吸光度，并计算溶血率[溶
对照组、API 原料药不同质量浓度组（5、10、20、30、40、
血率（％）＝（各给药组吸光度－阴性对照组吸光度）/（阳
50 μg/mL，以API计，质量浓度根据前期预实验设置）和
[12]
性对照组吸光度－阴性对照组吸光度）×100％] 。结果
API@SF 纳米粒不同质量浓度组（5、10、20、30、40、50
显示，API@SF 纳米粒在 API 质量浓度 0.05～0.6 mg/mL
μg/mL，以API计，质量浓度根据前期预实验设置），每组
范围内，其溶血率均低于5％，表明API@SF纳米粒与血
设3个复孔。空白对照组加入培养基100 μL，其余各组
液的相容性较好，详见图5。
加入相应含药培养基100 μL，培养24 h后，弃去上清液，
加入5 mg/mL MTT溶液10 μL，继续孵育4 h；弃去MTT
5
溶液，以 PBS 洗涤 2 次，加入 DMSO 100 μL，振荡 10
4 min，使结晶充分溶解。采用酶标仪于490 nm波长处测
溶血率/％ 3 定各孔的光密度（optical density，OD）值，并计算细胞存
活率[细胞存活率（％）＝OD 给药组/OD 空白对照组×100％]。采
2
用SPSS 21.0软件进行统计分析，数据均以x±s表示，多
1 组间比较采用单因素方差分析，组间两两比较采用
0 0.2 0.4 0.6
质量浓度/（mg/mL） LSD-t 检验，检验水准α＝0.05。结果显示，与空白对照
图5 API@SF纳米粒的溶血实验考察结果 组比较，API 原料药不同质量浓度组和 API@SF 纳米粒

2.6.2 心肌毒性实验 由于化疗药物普遍存在心肌毒 不同质量浓度组细胞存活率均显著降低（P＜0.05），且
性 ，因此，本研究也考察 API@SF 纳米粒的心脏毒性。 呈明显的浓度依赖趋势；与同质量浓度的API原料药组
[13]
取 BALB/c 小鼠 3 只，尾静脉注射 API@SF 纳米粒（以 比较，API@SF 纳米粒组细胞存活率均显著降低（P＜
API 计，20 mg/kg，剂量根据文献[14－15]设置），每 2 天 0.05）。结果见表1。

中国药房 2022年第33卷第1期 China Pharmacy 2022 Vol. 33 No. 1 ·61 ·